
تعداد نشریات | 13 |
تعداد شمارهها | 168 |
تعداد مقالات | 1,647 |
تعداد مشاهده مقاله | 2,680,586 |
تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 2,187,047 |
تاثیرمحیطهای کشت پایه و مواد تنظیم کننده رشد در پرآوری و پینهزایی ریزنمونههای قرهقاط (Vaccinum arctostaphylos L.) | ||
پژوهش های میوه کاری | ||
مقاله 6، دوره 7، شماره 1، شهریور 1401، صفحه 68-79 اصل مقاله (596.84 K) | ||
نوع مقاله: مقاله پژوهشی | ||
شناسه دیجیتال (DOI): 10.30466/rip.2022.52577.1094 | ||
نویسندگان | ||
بهناز رضازاده1؛ علیرضا قنبری* 2؛ یونس پوربیرامی هیر3؛ موسی ترابی گیگلو3؛ موسی زارعی4؛ حسن قربانی قوژدی5 | ||
1دانشآموخته کارشناسیارشد، گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران. | ||
2دانشیار گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران. | ||
3استادیار گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران. | ||
4دانشآموخته کارشناسیارشد دانشگاه بینالمللی امام خمینی(ره)، قزوین، ایران. | ||
5مربی گروه کشاورزی، دانشکده علوم، مجتمع آموزش عالی گناباد، ایران. | ||
چکیده | ||
قره قاط (Vaccinum arctostaphylos L.)، تنها گونه درختچه ای جنس وکسینیوم در ایران است که در جنگل های شمال رشد می کند. این تحقیق برای بررسی تأثیر محیط های کشت پایه مختلف و مواد تنظیم کننده رشد، دراستقرار، پرآوری و پینه زایی ریزشاخساره های قره قاط در شرایط درون شیشه ای انجام شد. در پرآوری ریزشاخساره ها، از سه نوع محیط کشت پایه AN ، QLو MS 2/1 و چهار غلظت زآتین صفر (شاهد)، 1، 2 و 3 میلی گرم بر لیتر به همراه غلظت ثابت 2/0 میلیگرم بر لیتر اسید ایندولاستیک (IAA) در هر محیط کشت پایه در همه تکرارها استفاده شد. آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح پایه کاملا تصادفی در 4 تکرار انجام گرفت. برای پینه زایی ریزشاخساره ها، از محیط کشت پایه QL2/1 با دو غلظت (10 و 20 میکرومولار) از زآتین، TDZ و BAP به همراه NAA با سه غلظت (1، 5 و 10 میکرومولار) بصورت طرح آزمایشی کاملا تصادفی با پنج تکرار استفاده شد. در آزمایش ها، شاخص های طول و تعداد شاخساره، تعداد گره و برگهای تشکیل شده، درصد و تعداد روز تا پینهزایی ارزیابی شد. نتایج نشان داد که تعداد شاخساره ریزنمونه های رشد کرده در محیط کشت پایه با هم اختلاف معنی داری نداشتند اما طول شاخساره در ریزنمونه، در محیط کشت پایه AN بیشتر از سایر محیطهای کشت پایه بود. این در حالی است که نوع محیط کشت پایه روی تعداد برگ، اثرات معنیداری نشان داد، طوریکه محیط کشت پایه AN دارای بیشترین تعداد برگ بود و از لحاظ تعداد گره، محیط های کشت پایه MS2/1 و AN عملکردی بهتر از QL داشتند. غلظت سه میلیگرم بر لیتر زآتین در محیط کشت پایه MS2/1 در طول شاخساره و غلظت یک میلیگرم بر لیتر زآتین در محیط کشت پایه AN بهترین عملکرد را درتعداد شاخساره، تعداد برگ و تعداد گره تشکیل شده داشت. در القای پینه زایی، زآتین بهترین عملکرد را داشته و BAP زود بازده ترین تنظیم کننده رشد از لحاظ زمان پینه زایی بود. | ||
کلیدواژهها | ||
پرآوری؛ پینه زایی؛ قره قاط؛ محیط پایه | ||
مراجع | ||
Akdemir, H., Süzerer, V., Onay, A., Tilkat, E., Ersali, Y. and Çiftçi, Y.O. 2014. Micropropagation of the pistachio and its rootstocks by temporary immersion system. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC), 117(1): 65-76. Azad, M.A.K., Yokota, S., Yahara, S. and Yoshizawa, N. 2004. Effects of explant type andgrowth regulators on organogenesis in a medicinal tree, phellodendronamurense rupr. Asian Journal of Plant Sciences (Pakistan), 3: 522–552. Bell, R.L., Scorza, R. and Lomberk, D. 2012. Adventitious shoot regeneration of pear (Pyrus spp.) genotypes. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC), 108(2): 229-236. Cao, X., Hammerschlag, F.A. and Douglass, L. 2002. A two-step pretreatment significantly enhances shoot organogenesis from leaf explants of highbush blueberry cv. Bluecrop. HortScience, 37(5): 819-821. Cao, X.I.A.O.L.I.N.G. and Hammerschlag, F.A. 2000. Improved shoot organogenesis from leaf explants of highbush blueberry. HortScience, 35(5): 945-947. Cappelletti, R., Sabbadini, S. and Mezzetti, B. 2015. Strawberry (Fragaria × ananassa). In: Wang, K. (Ed.), Agrobacterium Protocols, 3rd edn. Springer. New York, pp. 217–227. Cappelletti, R., Sabbadini, S. and Mezzetti, B. 2016. The use of TDZ for the efficient in vitro regeneration and organogenesis of strawberry and blueberry cultivars. Scientia horticulturae, 207: 117-124. Cuce, M. and Sokmen, A. 2015. Micropropagation of Vaccinium myrtillus L.(Bilberry) naturally growingin the Turkish flora. Turkish Journal of Biology, 39(2): 233-240. Cuce, M. and Sokmen, A. 2017. In vitro production protocol of Vaccinium uliginosum L. (bog bilberry) growing in the Turkish flora. Turkish Journal of Agriculture and Forestry, 41(4): 294-304. Cüce, M., Bektas, E. and Sokmen, A. 2013. Micropropagation of Vaccinium arctostaphylos L. via lateral-bud culture. Turkish Journal of Agriculture and Forestry, 37(1): 40-44. Debnath, S.C. 2009a. A two-step procedure for adventitious shoot regeneration on excised leaves of lowbush blueberry. In Vitro Cellular and Developmental Biology-Plant, 45(2): 122-128. Debnath, S.C. 2009b. Propagation and cultivation of Vaccinium species and less known small fruits. Latvian Journal of Agronomy, 12: 22-29. Debnath, S.C. and Mcrae, K.B. 2002. An efficient adventitious shoot regeneration system on excised leaves of micropropagated lingonberry (Vaccinium vitis-idaea L.). The Journal of Horticultural Science and Biotechnology, 77(6): 744-752. Diaz-Sala, C., Rey, M. and Rodriguez, R. 1990. In vitro establishment of a cycloclonal chain from nodal segments and apical buds of adult hazel (Corylus avellana L.). Plant cell, tissue and organ culture, 23(3): 151-157. Ďurkovič, J. 2008. Micropropagation of mature Cornus mas ‘Macrocarpa’. Trees, 22(4): 597-602. Fan, S., Jian, D., Wei, X., Chen, J., Beeson, R.C., Zhou, Z. and Wang, X, 2017. Micropropagation of blueberry ‘Bluejay’and ‘Pink Lemonade’through in vitro shoot culture. Scientia horticulturae, 226: 277-284. Gabriela, V. 2011. Effect of adenine sulfate (adso4) on the in vitro evolution of white clover variety (Trifolium repens L.). Analele Universitatii din Oradea, Fascicula Protectia Mediului, 17: 203-210. Gajdosova, A., Ostrolucka, M.G., Libiakova, G., Ondruskova, E. and Simala, D. 2006. Microclonal propagation of Vaccinium sp. and Rubus sp. and detection of genetic variability in culture in vitro. Journal of Fruit and Ornamental Plant Research, 14: 103-119. Glocke, P., Delaporte, K., Collins, G. and Sedgley, M. 2006. Micropropagation of juvenile tissue of Eucalyptus erythronema× Eucalyptus stricklandii cv. ‘urrbrae gem’. In vitro Cellular and Developmental Biology-Plant, 42(2): 139-143. Gonzalez, M.V., Lopez, M., Valdes, A.E. and Ordas, R.J. 2000. Micropropagation of three berry fruit species using nodal segments from field‐grown plants. Annals of Applied Biology, 137(1): 73-78. Ilczuk, A. and Jacygrad, E. 2016. In vitro propagation and assessment of genetic stability of acclimated plantlets of Cornus alba L. using RAPD and ISSR markers. In vitro Cellular and Developmental Biology-Plant, 52(4): 379-390. Kärkönen, A., Simola, L.K. and Koponen, T. 1999. Micropropagation of several Japanese woody plants for horticultural purposes. In Annales Botanici Fennici (pp. 21-31). Finnish Zoological and Botanical Publishing Board. Kaveriappa, K.M., Phillips, L.M. and Trigiano, R.N. 1997. Micropropagation of flowering dogwood (Cornus florida) from seedlings. Plant Cell Reports, 16(7): 485-489. Kianbakht, S. 2008. A systematic review on pharmacology of saffron and its active constituents. Journal of Medicinal Plants, 7(28): 1-27. Kutas, E., Veyevnik, A., Titok, V. and Ogorodnyk, L. 2017. Тhe influence of hormone additions on regenerative рotential of Rhododendron luteum Sweet, introduced varieties of acciniumcorymbosum L., Vaccinium Vitis-idaea L. in sterile culture, International Journal of Advanced Research in Biological Sciences, 4(1): 157-162. Marcotrigiano, M., McGlew, S.P., Hackett, G. and Chawla, B. 1996. Shoot regeneration from tissue-cultured leaves of the American cranberry (Vaccinium macrocarpon). Plant cell, tissue and organ culture, 44(3): 195-199. Matt, A. and Jehle, J.A. 2005. In vitro plant regeneration from leaves and internode sections of sweet cherry cultivars (Prunus avium L.). Plant Cell Reports, 24(8): 468-476. Meiners, J., Schwab, M. and Szankowski, I. 2007. Efficient in vitro regeneration systems for Vaccinium species. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 89(2): 169-176. Milbury, P.E., Graf, B., Curran-Celentano, J.M. and Blumberg, J.B. 2007. Bilberry (Vaccinium myrtillus) anthocyanins modulate heme oxygenase-1 and glutathione S-transferase-pi expression in ARPE-19 cells. Investigative ophthalmology and visual science, 48(5): 2343-2349. Ostrolucká, M.G., Gajdošová, A. and Libiaková, G., 2002. Influence of zeatin on microclonal propagation of Vaccinium corymbosum L. Propag. Ornam. Plants, 2(2): 14-18. Ostrolucká, M.G., Libiaková, G., Ondrußková, E. and Gajdoßová, A. 2004. In vitro propagation of in vitro Vaccinium species Vaccinium. Acta Universitatis Latviensis, 676: 207-676. Pathi, K.M. and Tuteja, N. 2013. High-frequency regeneration via multiple shoot induction of an elite recalcitrant cotton (Gossypium hirsutum L. cv Narashima) by using embryo apex. Plant Signaling and Behavior, 8(1): 22763. Perveen, S., Varshney, A., Anis, M. and Aref, I.M. 2011. Influence of cytokinins, basal media and pH on adventitious shoot regeneration from excised root cultures of Albizia lebbeck. Journal of Forestry Research, 22(1): 47-52. Pinto, G., Silva, S., Park, Y.S., Neves, L., Araújo, C. and Santos, C. 2008. Factors influencing somatic embryogenesis induction in Eucalyptus globulus Labill.: basal medium and anti-browning agents. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 95(1): 79-88. Pulianmackal, A.J., Kareem, A.V., Durgaprasad, K., Trivedi, Z.B. and Prasad, K. 2014. Competence and regulatory interactions during regeneration in plants. Frontiers in Plant Science, 5: 142. Reed, B.M. and Abdelnour-Esquivel, A. 1991. The use of zeatin to initiate in vitro cultures of Vaccinium species and cultivars. HortScience, 26(10): 1320-1322. Rowland, L.J. and Ogden, E.L. 1992. Use of a cytokinin conjugate for efficient shoot regeneration from leaf sections of highbush blueberry. HortScience, 27(10): 1127-1129. Ružić, D., Vujović, T., Libiakova, G., Cerović, R. and Gajdošova, A. 2012. Micropropagation in vitro of highbush blueberry (Vaccinium corymbosum L.). Journal of berry research, 2(2): 97-103. Sedaghathoor, S., Kashi, A.K., Talaei, A.R. and Khalighi, A. 2006. Essential oils of qare-qat (Vaccinium arctostaphylos) shoots and chemical composition of berries. International Journal of Agriculture Biology, 8: 45-46. Song, G.Q. and Sink, K.C. 2004. Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation of blueberry (Vaccinium corymbosum L.). Plant Cell Reports, 23(7): 475-484.
Subotić, A., Jevremović, S. and Grubišić, D. 2009. Influence of cytokinins on in vitro morphogenesis in root cultures of Centaurium erythraea-valuable medicinal plant. Scientia horticulturae, 120(3): 386-390. Tetsumura, T., Matsumoto, Y., Sato, M., Honsho, C., Yamashita, K., Komatsu, H., Sugimoto, Y. and Kunitake, H. 2008. Evaluation of basal media for micropropagation of four highbush blueberry cultivars. Scientia Horticulturae, 119(1): 72-74. Tirone, S., Forni, C., Lucioli, S., Meneghini, M., Nota, P., De Salvador, F.R., Giorgioni, M., Catenaro, E., Frattarelli, A., Ceccarelli, D. and Caboni, E. 2011. Colture in vitro e produzione di composti fenolici in Vaccinium corymbosum L. Acta Italus Hortus, 6: 211-214. Zapartan, M. 2001. Conservarea florei spontane prin inmultire in vitro, Ed. ALC Media Group, Cluj–Napoca, pp.119-122.
| ||
آمار تعداد مشاهده مقاله: 1,979 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 1,260 |